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cfDNA 채혈관, EDTA로 충분할까요? 처리 시간과 온도가 결과를 바꾸는 방식

12분 읽기

📌 이 글에서 알 수 있는 것

  • 채혈관 안에서 cfDNA 결과가 바뀌는 기전과, 그것이 VAF·LoD에 미치는 영향
  • EDTA관과 보존 채혈관의 허용 지연 시간을 연구별 n·지표와 함께 비교
  • 연구가 서로 다른 결론을 낸 지점(4 °C 보관, 보존관 저온 노출)
  • ISO·CEN·BloodPAC 등 표준 현황과 실험 전 체크리스트

🩸 cfDNA는 채혈 ‘후’에도 변합니다

혈장 cfDNA는 주로 혈구 세포가 죽으며 남긴 약 166 bp 조각입니다(진단 기초 시리즈 1편). 문제는 채혈관 안에서도 백혈구가 계속 깨진다는 점입니다. 이때 나오는 DNA는 뉴클레오솜 단위로 잘리기 전의 고분자량(HMW) gDNA라서, 조각 분포에 수 kb 이상의 꼬리를 만듭니다.

이 오염은 두 가지를 바꿉니다.

  • 총량이 부풀려집니다. Qubit 값만 보면 “수율이 좋은 시료"처럼 보입니다.
  • 종양 비율이 희석됩니다. ctDNA 10 GE가 전체 1,000 GE 중에 있으면 VAF 1%지만, 정상 gDNA 1,000 GE가 더 섞이면 0.5%가 됩니다. LoD 근처의 MRD 검사(진단 기초 시리즈 5편)에서는 이 차이가 양성·음성을 가를 수 있습니다.

메틸화와 조각 패턴 분석도 예외가 아닙니다. 섞여 들어온 백혈구 DNA는 메틸화 신호의 세포 기원 추정(진단 기초 시리즈 16편)과 길이 분포(진단 기초 시리즈 17편)를 함께 흔듭니다.

채혈관 종류와 온도별로 첫 원심분리까지 허용 시간을 보여 주는 개념도. EDTA관 실온은 2~6시간 이내 권고, 48시간 이후 증가 보고. EDTA관 4도는 연구가 엇갈림. EDTA관 실온 권고는 2~6시간 이내. 보존 채혈관 실온은 약 7일 안정, Streck 보존관 저온·고온 노출 연구에서는 3~5일에 gDNA 증가 보고. 아래에 백혈구 용해가 VAF를 희석하는 계산 예시.
그림 1. 채혈관·온도별 첫 원심분리까지의 시간. 본문 연구를 모은 개념도이며 구간 경계는 근사입니다.

🧪 두 종류의 채혈관

구분EDTA관 (K2/K3EDTA)세포 보존 채혈관
원리항응고만. 세포는 계속 대사·사멸EDTA + 세포막 안정화 보존제
제품 예시일반 라벤더 캡 채혈관Streck Cell-Free DNA BCT, Roche Cell-Free DNA Collection Tube, PAXgene Blood ccfDNA Tube, Norgen 등
강점저렴, 어디서나 사용, 혈장을 다른 분석과 공유하기 쉬움실온 운송·보관 시간 확보
약점처리 시간이 짧음비용, 온도 범위 제한, 제품별 사양·추출 조건 차이, cfRNA·단백체 등 다른 분석과 혈장을 함께 쓰기 어려울 수 있음(3편)

제조사 설명은 제품과 판본마다 다릅니다. Streck 사용설명서는 채혈 후 전혈을 18~25 °C에서 운송을 포함해 최대 7일 보관하도록 하고, 채혈 직후 8~10회 뒤집기와 과충전·저충전 금지를 적고 있습니다. 판본과 제품 페이지에 따라 “6~37 °C에서 14일 안정” 같은 안정성 문구도 함께 나오므로, 실제 보관 기준은 보관 지침(7일)으로 잡는 편이 안전합니다1. PAXgene은 25 °C 이하 10일, 30 °C 이하 7일, 37 °C 이하 3일, 2 °C 미만 금지입니다2. Roche는 상온 7일 운송 비교 자료를 제시합니다3. 모두 제조사 설명이고, 같은 조건에서 서로 비교한 독립 자료는 많지 않습니다.

⏱️ EDTA관: 연구별로 본 허용 지연

연구대상(n)조건지표결과
Kang 20164전이성 유방암 10명(ddPCR 6명)얼음/실온, 2·6·48시간ctDNA·야생형 copies6시간까지 관 종류 무관하게 비슷. 48시간에 야생형 DNA 2~3배 증가(6명 중 3명)
Parpart-Li 20175암 환자 9명, 45검체실온 0~7일cfDNA 양·ctDNA24시간부터 cfDNA 증가
Risberg 20186암 환자 62명, 231검체실온·4 °C, 6시간~1주dPCR, sWGS6·24시간 유의차 없음, 48시간 이후 유의 증가
Warton 20177건강인실온 4일qPCR, 겔혈장 DNA 약 10~20배, HMW DNA 띠
Van Paemel 20218건강인 3명 × 5종 관실온 0·24·72시간cfRRBS 메틸화72시간에 농도 평균 4.06배, NK세포 기원 비율 0%→39.6%

여기서 두 가지가 보입니다. 48~72시간 실온 EDTA는 거의 모든 연구에서 문제였습니다. 반면 6~24시간 구간은 “24시간부터 증가”5와 “24시간까지 유의차 없음”6이 공존합니다. 측정 지표(총량 vs copies), 환자군, 통계 검정력이 달라 생긴 차이로 보이며, 어느 쪽이 맞다고 단정하기 어렵습니다.

ASCO·CAP 공동 검토(77편 분석)는 “EDTA관은 채혈 후 6시간 이내 처리"를 제시했습니다9. 미국 국립암연구소(NCI)의 근거 기반 지침은 더 엄격하게 2시간 이내를 최적, 4시간까지를 허용 범위로 보고, 4시간을 넘는 지연이 예상되면 보존관을 써서 실온 3일 이내에 처리하도록 권했습니다10. 새 코호트를 설계한다면 2시간을 목표로, 6시간을 넘기지 않는 것을 상한으로 두는 편이 두 기준을 모두 만족합니다. 원심분리 속도·횟수·브레이크 설정은 2편에서 다룹니다.

❄️ 4 °C에 두면 괜찮을까: 연구가 엇갈리는 지점

EDTA 전혈을 냉장하면 세포 대사가 느려져 오래 버틸 것 같지만 결과가 일치하지 않습니다.

  • Kang 연구에서는 6시간까지 얼음과 실온 사이에 차이가 없었습니다. 짧은 지연에서는 냉장의 이득이 뚜렷하지 않았다는 뜻입니다4.

  • Risberg 연구는 4 °C에서도 48시간 이후 증가했지만 실온보다 유의하게 낮았습니다. 같은 연구에서 실온 EDTA의 ctDNA MAF는 96시간·1주가 돼서야 유의하게 낮아져, 총량 증가가 MAF 감소보다 먼저 나타났습니다6.

  • Parpart-Li 연구(추가 6명)는 4 °C 3일 EDTA의 총 cfDNA·ctDNA가 보존관과 비슷했지만, 3일째 MAF가 낮아지는 경향이 4 °C EDTA에서 더 뚜렷했습니다5.

  • 국내 연구(건강인 5명)는 원심분리 전 EDTA 전혈을 4 °C에 두었을 때 24시간부터 cfDNA가 증가했습니다. 반면 즉시 분리한 혈장은 4 °C 48시간까지 양·크기 변화가 없었습니다11.

정리하면 “전혈 냉장"과 “분리한 혈장 냉장"은 다른 문제입니다. 전혈을 4 °C에 두는 것을 표준 연장 수단으로 쓰기에는 근거가 부족합니다.

🧊 보존 채혈관: 실온에 강하지만, 온도 이탈은 따로 확인해야 합니다

실온에서는 결과가 비교적 일관됩니다. 암 환자 검체에서 보존관은 1주까지 비슷한 수준을 유지했고, 우편 배송(13명, 대부분 48시간 내 도착)도 즉시 처리 EDTA와 차이가 없었습니다6. 건강인 23명에서 보존관 24·72시간 처리는 1시간 내 처리 EDTA와 수율·조각 크기·배경 잡음이 같았습니다12. 국내 연구에서는 실온 7일까지 안정했고 14일에 농도가 올랐습니다11.

온도 이탈은 다릅니다. Streck BCT를 시험한 회사 연구에서, 4 °C나 40 °C에 5일(6명), 6 °C에 3일(8명) 두면 긴 조각 비율이 실온의 약 2~3배로 올랐고 혈장량도 약 1 mL 줄었습니다13. 제조사 보관 지침(18~25 °C)보다는 낮지만 안정성 문구의 범위(6~37 °C)1 안쪽인 6 °C에서도 변화가 관찰된 점은 겨울철 운송에서 주의할 부분입니다. 다른 보존관의 저온 노출 자료는 확인하지 못했지만, PAXgene도 2 °C 미만 보관을 금지합니다2. Risberg 연구진도 배송 시 단열 포장과 온도 기록을 권했습니다6.

보존관끼리도 완전히 같지 않습니다. 5종 비교에서 Streck·PAXgene·Biomatrica는 72시간 차등 메틸화 영역(DMR)이 0개, Roche는 2개, EDTA는 51개였고, Roche관은 72시간에 측정 농도가 오히려 낮아졌습니다(n=3)8. 또 보존관 검체는 Proteinase K 처리 시간을 늘려야 수율이 회복되는 경우가 있어7, 추출 프로토콜을 관 종류에 맞춰야 합니다.

📏 처리 지연을 데이터로 의심하는 법

  • 조각 분포: TapeStation·Bioanalyzer에서 ~166 bp 주 피크 외에 수 kb 이상 신호가 보이면 gDNA 오염을 의심합니다7.
  • 긴/짧은 앰플리콘 비율: 짧은 앰플리콘과 긴 앰플리콘을 함께 재는 qPCR·ddPCR로 HMW 비율을 수치화할 수 있습니다1213.
  • 수율이 ‘너무 좋을’ 때: 같은 코호트에서 유독 높은 cfDNA 농도는 좋은 시료가 아니라 지연 시료일 수 있습니다.
  • 메타데이터: 채혈 시각, 원심분리 시각, 보관 온도가 없으면 사후에 구분할 방법이 제한됩니다.

cfRNA는 채혈관과 처리 조건이 또 다릅니다(3편, cfRNA 글). 동결·해동이 RNA에 주는 영향은 3편에서, 분리한 혈장의 장기 보관은 이후 글에서 다룹니다. NCI 지침은 혈장을 −80 °C 이하에 보관하고 동결·해동을 1회 이하로 하도록 권했습니다10.

⚠️ 한계와 주의

  • 표본이 작습니다. 대부분 3~62명, 시점별로는 5~20검체입니다. “차이 없음"은 검정력 부족일 수 있습니다.
  • 지표가 제각각입니다. 총 cfDNA 양, 긴/짧은 앰플리콘 비율, ctDNA copies, MAF, 메틸화가 섞여 있어 연구 간 숫자를 직접 비교하기 어렵습니다.
  • 회사 관련 연구가 있습니다. 보존관 성능 연구 중 일부는 제조사 또는 검사 회사 직원이 수행했습니다13.
  • 분석법 의존성: 고심도 MRD나 fragmentomics처럼 민감한 분석에서 허용 지연이 더 짧을 수 있지만, 분석법별 근거는 부족합니다.
  • 운송 중 흔들림: NCI 지침은 문헌상 흔들림이 원심 지연의 영향을 키운다고 정리하고, 첫 뒤집기 뒤에는 흔들림을 최소화하라고 권했습니다10. 다만 흔들림의 크기를 정량 비교한 자료는 확인하지 못했습니다.

🏛️ 지금 어디까지 왔나

  • ISO 20186-3:2019: 정맥 전혈에서 혈장 cfDNA를 얻는 사전검사 과정(취급·보관·처리·기록)을 다루는 국제표준입니다. 검사실, IVD 개발사, 바이오뱅크, 연구기관을 대상으로 합니다. 2024년 검토에서 현행 유지가 확인됐고, 이후 개정 작업이 제안된 것으로 보입니다14.
  • CEN/TS 16835-3:2015: 같은 주제의 유럽 기술시방서로, ISO 20186-3으로 대체됐습니다15.
  • BloodPAC: 공개 데이터베이스에 액체생검 데이터를 낼 때 기록할 사전분석 최소 데이터 요소 11개를 제안했고, 여기에 채혈관 종류, 혈장 분리까지 시간(상·하한), 운송 온도, 보관 온도가 들어 있습니다16.
  • NCI 근거 기반 지침(2020): EDTA관은 2시간 이내 원심(4시간까지 허용), 첫 뒤집기 뒤 흔들림 최소화, 4시간 넘는 지연이 예상되면 보존관(실온 3일 이내), 혈장은 −80 °C 이하 보관·동결·해동 1회 이하를 권했습니다. 원심 조건은 2편에서 다룹니다10.
  • ASCO·CAP: 보존관 또는 EDTA관(6시간 이내 처리)을 제시했습니다9.
  • CLSI: cfDNA 채혈관 전용 문서는 확인하지 못했습니다.
  • 한국: 해외 표준 데이터베이스에 따르면 ISO 20186-3을 도입한 KS P ISO 20186-3이 2023년 12월 발행된 것으로 나오지만, 국내 원문은 확인하지 못했습니다. 국내 연구(Jeong 2019)는 있지만11, 학회·식약처·바이오뱅크 차원의 cfDNA 채혈관·처리 시간 공통 가이드라인은 확인하지 못했습니다.

🧪 연구자 노트 (작성자 직접 작성) ① 시료를 받아 보면 가장 큰 문제는 혈액 상태에 따라 얻을 수 있는 혈장 양이 시료마다 다르다는 점입니다. 여기에 운송 시간과 운송 조건이 더해져 결과가 흔들립니다. ② 채혈 직후 바로 처리할 수 없는 현장이라면 cfDNA 분석에는 일반 EDTA관보다 세포 보존 채혈관을 쓰는 것을 원칙으로 합니다. 지침이 허용하는 2~6시간 안에 원심분리를 마치기가 실제로는 생각보다 어렵기 때문입니다. ③ 받은 시료에 용혈이 보이면 처리 지연을 먼저 의심합니다. 가장 효과적인 대책은 채혈 기관에서 원심분리 같은 기본 처리를 바로 해 주는 것입니다.

🙋 그래서 나에게는? — 실험 전 체크리스트

  • 채혈부터 첫 원심분리까지 걸리는 실제 시간을 먼저 재 봤다 (외래·병동·외부 기관별로)
  • 2시간(늦어도 6시간) 안에 원심할 수 있으면 EDTA관을, 4시간 넘는 지연·운송·야간·다기관이면 보존관을 검토했다
  • 한 코호트 안에서 채혈관 종류를 섞지 않거나, 섞는다면 변수로 기록했다
  • 보존관 운송 시 저온·고온 노출을 막는 단열 포장과 온도 기록계 사용 여부를 정했다
  • 관 종류에 맞는 추출 조건(Proteinase K 시간 등)을 사용설명서에서 확인했다
  • 채혈 시각·원심분리 시각·보관 온도를 시료마다 남긴다
  • 파일럿 시료로 조각 분포(TapeStation 등)를 확인해 HMW 오염 기준을 정했다

⚠️ 이 글은 의학적 조언이 아니며, 특정 제품을 권하지 않습니다. 실제 조건은 사용하는 채혈관·키트 설명서와 기관 SOP, 자체 검증 결과를 우선하세요.

❓ 자주 묻는 질문

Q. EDTA관을 받았는데 처리까지 24시간이 걸렸습니다. 버려야 하나요? A. 꼭 그렇지는 않습니다. 24시간 결과는 연구마다 엇갈리므로, 조각 분포에서 HMW 신호를 확인하고 분석에 지연 여부를 변수로 넣는 것이 현실적입니다.

Q. 보존관을 쓰면 시간 걱정은 없나요? A. 실온에서는 며칠의 여유가 생기지만, Streck 보존관 연구에서는 냉장·고온 노출 때 gDNA 증가가 보고됐습니다. 제품별 허용 온도와 기간을 확인하세요.

Q. 보존관 시료로 메틸화 분석을 해도 되나요? A. 건강인 3명 연구에서는 보존관 사이 메틸화 패턴이 대체로 재현됐고 72시간 EDTA에서 차이가 컸습니다. 표본이 작으므로 자체 비교 자료를 함께 갖추는 것이 좋습니다.

📚 오믹스 데이터 랩 시리즈

참고

  1. Streck. Cell-Free DNA BCT CE 사용설명서(제조사 설명) — streck.com ↩︎ ↩︎

  2. QIAGEN/PreAnalytiX. PAXgene Blood ccfDNA Tube (CE-IVD) 제품 정보(제조사 설명) — qiagen.com ↩︎ ↩︎

  3. Roche. Cell-Free DNA Collection Tube 제품 정보(제조사 설명, 사내 자료) — diagnostics.roche.com ↩︎

  4. Kang Q 외. Comparative analysis of circulating tumor DNA stability in K3EDTA, Streck, and CellSave blood collection tubes. Clin Biochem 2016;49:1354-60. doi:10.1016/j.clinbiochem.2016.03.012 ↩︎ ↩︎

  5. Parpart-Li S 외. The effect of preservative and temperature on the analysis of circulating tumor DNA. Clin Cancer Res 2017;23:2471-7. doi:10.1158/1078-0432.CCR-16-1691 ↩︎ ↩︎ ↩︎

  6. Risberg B 외. Effects of collection and processing procedures on plasma circulating cell-free DNA from cancer patients. J Mol Diagn 2018;20:883-92. doi:10.1016/j.jmoldx.2018.07.005 ↩︎ ↩︎ ↩︎ ↩︎ ↩︎

  7. Warton K 외. Evaluation of Streck BCT and PAXgene stabilised blood collection tubes for cell-free circulating DNA studies in plasma. Mol Diagn Ther 2017;21:563-70. doi:10.1007/s40291-017-0284-x ↩︎ ↩︎ ↩︎

  8. Van Paemel R 외. Genome-wide study of the effect of blood collection tubes on the cell-free DNA methylome. Epigenetics 2021;16:797-807. doi:10.1080/15592294.2020.1827714 ↩︎ ↩︎

  9. Merker JD 외. Circulating tumor DNA analysis in patients with cancer: American Society of Clinical Oncology and College of American Pathologists joint review. J Clin Oncol 2018;36:1631-41. doi:10.1200/JCO.2017.76.8671 ↩︎ ↩︎

  10. Greytak SR 외. Harmonizing cell-free DNA collection and processing practices through evidence-based guidance. Clin Cancer Res 2020;26:3104-9. doi:10.1158/1078-0432.CCR-19-3015 ↩︎ ↩︎ ↩︎ ↩︎

  11. Jeong TD 외. Effects of pre-analytical variables on cell-free DNA extraction for liquid biopsy. Lab Med Online 2019;9:45-56. doi:10.3343/lmo.2019.9.2.45 ↩︎ ↩︎ ↩︎

  12. Markus H 외. Evaluation of pre-analytical factors affecting plasma DNA analysis. Sci Rep 2018;8:7375. doi:10.1038/s41598-018-25810-0 ↩︎ ↩︎

  13. Medina Diaz I 외. Performance of Streck cfDNA blood collection tubes for liquid biopsy testing. PLoS One 2016;11:e0166354 (저자 전원 Sysmex Inostics 소속, 회사 자금). doi:10.1371/journal.pone.0166354 ↩︎ ↩︎ ↩︎

  14. ISO 20186-3:2019. Molecular in vitro diagnostic examinations — Specifications for pre-examination processes for venous whole blood — Part 3: Isolated circulating cell free DNA from plasma (공개 범위 설명만 참고, 2024 확인) — iso.org ↩︎

  15. CEN/TS 16835-3:2015. Molecular in vitro diagnostic examinations — Specifications for pre-examination processes for venous whole blood — Part 3: Isolated circulating cell free DNA from plasma (폐지, ISO 20186-3으로 대체) — evs.ee ↩︎

  16. Febbo PG 외. Minimum technical data elements for liquid biopsy data submitted to public databases. Clin Pharmacol Ther 2020;107:730-4. doi:10.1002/cpt.1747 ↩︎

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